Применение олигонуклеотидных инсектицидов для контроля смешанных популяций насекомых-вредителей семейства Diaspididae

Diaspididae являются одними из самых серьезных мелких сокососущих насекомых с колющесосущим ротовым аппаратом и являются основными экономическими вредителями, поскольку они поражают и уничтожают многолетние декоративные растения и продовольственные культуры. Наши предыдущие работы показали, что олигонуклеотидные инсектициды (олинциды) высокоэффективны против щитовок. Более того, олинциды обладают доступностью, селективностью действия, быстрой биоразлагаемостью и низким углеродным следом. Популяции насекомых-вредителей подвергаются микроэволюции, и олинциды должны и способны учитывать проблему устойчивости к инсектицидам. Используя результаты секвенирования, было обнаружено, что в смешанных популяциях насекомыхвредителей Dynaspidiotus britannicus Newstead и Aonidia lauri Bouche преобладает популяция Aonidia lauri Bouche. Особи Aonidia lauri Bouche составляли 80% с последовательностью 5′-ATCGTTGGCAT-3′ в участке 28S рРНК, а 20% популяции составляли особи Dynaspidiotus britannicus Newstead с последовательностью 5′-ATCGTCGGTAT-3′. Мы создали олинциды Диасп80-11 (5′-ATGCCAACGAT-3′) и Диасп20-11 (5′-ATACCGACGAT-3′) с идеальной комплементарностью к каждой из последовательностей. Смертность насекомых на 14-е сутки составила 98,19±3,12% в группе Диасп80-11, 64,66±0,67% в группе Диасп20-11 и 3,77±0,94% в контрольной группе.

1. Zamecnik P.C., Stephenson M.L. Inhibition of Rous sarcoma virus replication and cell transformation by a specific oligodeoxynucleotide // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1978. – Vol. 75. – p. 280-284.

2. Donis-Keller H. Site specific enzymatic cleavage of RNA // Nucleic Acids Res. – 1979. – Vol. 7(1). – p. 179-192.

3. Oberemok V.V., Laikova K.V., Gal’chinsky N.V., Useinov R.Z., Novikov I.A., Temirova Z.Z., Shumskykh M.N., Krasnodubets A.M., Repetskaya A.I., Dyadichev V.V., Fomochkina I.I., Bessalova E.Y., Makalish T.P., Gninenko Y.I., Kubyshkin A.V. DNA insecticide developed from the Lymantria dispar 5.8S ribosomal RNA gene provides a novel biotechnology for plant protection // Sci. Rep. – 2019. – Vol. 9. – p. 6197.

4. Dias N., Stein C.A. Antisense oligonucleotides: basic concepts and mechanisms // Mol. Cancer Ther. – 2002. – Vol. 1. – p. 347-355.

5. Oberemok V.V., Laikova K.V., Useinov R.Z., Gal’chinsky N.V., Novikov I.A., Yurchenko K.A., Volkov M.E., Gorlov M.V., Brailko V.A., Plugatar Y.V. Insecticidal activity of three 10–12 nucleotides long antisense sequences from 5.8S ribosomal RNA gene of gypsy moth Lymantria dispar L. against its larvae // J. Plant Protect. Res. – 2019. – Vol. 59(4). – p. 561-564.

6. Oberemok V.V., Laikova K.V., Zaitsev A.S., Shumskykh M.N., Kasich I.N., Gal’chinsky N.V., Bekirova V.V., Makarov V.V., Agranovsky A.A., Gushchin V.A., Zubarev I.V., Kubyshkin A.V., Fomochkina I.I., Gorlov M.V., Skorokhod O.A. Molecular Alliance of Lymantria dispar multiple Nucleopolyhedrovirus and a short unmodified antisense oligonucleotide of its anti-apoptotic IAP-3 gene: a novel approach for gypsy moth control // Int. J. Mol. Sci. – 2017. – Vol. 18. – p. 2446.

7. Gal’chinsky N., Useinov R., Yatskova E., Laikova K., Novikov I., Gorlov M., Trikoz N., Sharmagiy A., Plugatar Y., Oberemok V. A breakthrough in the efficiency of contact DNA insecticides: rapid high mortality rates in the sap-sucking insects Dynaspidiotus britannicus Comstock and Unaspis euonymi Newstead // J. Plant Prot. Res. – 2020. – Vol. 60. – p. 220-223. DOI: https://doi.org/10.24425/jppr.2020.133315.

8. Useinov R.Z., Gal’chinsky N.V., Yatskova E.V., Novikov I.A., Puzanova Y.V., Trikoz N.N., Sharmagiy A.K., Plugatar Y., Laikova K., Oberemok V.V. To bee or not to bee: creating DNA insecticides to replace non-selective organophosphate insecticides for use against the soft scale insect Ceroplastes japonicus green // J. Plant Prot. Res. – 2020. – Vol. 60. – p. 406-409. DOI: https://doi.org/10.24425/jppr.2020.133956.

9. Gal’chinsky N.V., Yatskova E.V., Novikov I.A., Useinov R.Z., Kouakou N.J., Kouame K.F., Kra K.D., Sharmagiy A.K., Plugatar Y.V., Laikova K.V., Oberemok V.V. Icerya purchasi Maskell (Hemiptera: Monophlebidae) control using low carbon footprint oligonucleotide insecticides // Int. J. Mol. Sci. – 2023. – Vol. 24. – p. 11650. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms241411650.

10. Oberemok V.V. Ukrainian Patent Application. – 2008. – No. 36445.

11. Oberemok V.V., Gal’chinsky N.V., Useinov R.Z., Novikov I.A., Puzanova Y.V., Filatov R.I., Kouakou N.J., Kouame K.F., Kra K.D., Laikova K.V. Four Most pathogenic Superfamilies of insect pests of suborder Sternorrhyncha: invisible Superplunderers of plant vitality // Insects. – 2023. – Vol. 14. – p. 462. DOI: https://doi.org/10.3390/insects14050462.

12. Oberemok V.V., Useinov R.Z., Skorokhod O.A., Gal’chinsky N.V., Novikov I.A., Makalish T.P., Yatskova E.V., Sharmagiy A.K., Golovkin I.O., Gninenko Y.I., Puzanova Y.V., Andreeva O.A., Alieva E.E., Eken E., Laikova K.V., Plugatar Y.V. Oligonucleotide Insecticides for Green Agriculture: Regulatory Role of Contact DNA in Plant–Insect Interactions // Int. J. Mol. Sci. – 2022. – Vol. 23. – p. 15681. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms232415681.

13. Puzanova Y.V., Novikov I.A., Bilyk A.I., Sharmagiy A.K., Plugatar Y.V., Oberemok V.V. Perfect complementarity mechanism for aphid control: oligonucleotide insecticide Macsan-11 selectively causes high mortality rate for Macrosiphoniella sanborni Gillette // Int. J. Mol. Sci. – 2023. – Vol. 24. – p. 11690. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms241411690.

14. Hunter W.B., Cooper W.R., Sandoval-Mojica A.F., McCollum G., Aishwarya V., Pelz-Stelinski K.S. Improving suppression of hemipteran vectors and bacterial pathogens of Citrus and Solanaceous plants: advances in antisense oligonucleotides (FANA) // Front. Agron. – 2021. – Vol. 3. – p. 675247. DOI: https://doi.org/10.3389/fagro.2021.675247.

15. Sandoval-Mojica A.F., Hunter W.B., Aishwarya V., Bonilla S., Pelz-Stelinski K.S. Antibacterial FANA oligonucleotides as a novel approach for managing the Huanglongbing pathosystem // Sci. Rep. – 2021. – Vol. 11. – p. 2760. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-021-82425-8.

16. Okamoto T., Okabe S. Ultraviolet absorbance at 260 and 280 nm in RNA measurement is dependent on measurement solution // Int. J. Mol. Med. – 2000. – Vol. 5. – p. 657-659.

17. Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. – 1994. – Vol. 22. – p. 4673-4680. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/22.22.4673.

18. Du Q., Thonberg H., Wang J., Wahlestedt C., Liang Z. A systematic analysis of the silencing effects of an active siRNA at all single-nucleotide mismatched target sites // Nucleic Acids Res. – 2005. – Vol. 33(5). – p. 1671-1677. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/gki312.

19. Luige O, Karalė K, Bose PP, Bollmark M, Tedebark U, Murtola M, Strömberg R. Influence of sequence variation on the RNA cleavage activity of Zn2+−dimethyl-dppzPNA-based artificial enzymes // RSC Adv. – 2022. – Vol. 22. – p. 5398-5406. DOI: https://doi.org/10.1039/d1ra08319h.